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Inhibition compétitive - v vs S - Biologie

Inhibition compétitive - v vs S - Biologie



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Inhibition compétitive - v vs S

Inhibition compétitive

Inhibition compétitive est l'interruption d'une voie chimique en raison du fait qu'une substance chimique inhibe l'effet d'une autre en lui faisant concurrence pour se lier ou se lier. Tout système de messager métabolique ou chimique peut potentiellement être affecté par ce principe, mais plusieurs classes d'inhibition compétitive sont particulièrement importantes en biochimie et en médecine, notamment la forme compétitive de l'inhibition enzymatique, la forme compétitive de l'antagonisme des récepteurs, la forme compétitive de l'activité antimétabolite, et la forme compétitive d'empoisonnement (qui peut inclure n'importe lequel des types susmentionnés).


Inhibition Enzymatique Réversible | Microbiologie

La principale caractéristique de l'inhibition compétitive est qu'elle peut être inversée en augmentant la concentration du substrat dans un mélange réactionnel qui contient à la fois le substrat et l'inhibiteur. Le degré d'inhibition dépend des concentrations relatives du substrat et de l'inhibiteur. Si la concentration de substrat est augmentée, en maintenant la concentration d'inhibiteur fixe, le degré d'inhibition de l'activité enzymatique diminue.

Un effet inverse est observé, si la concentration en inhibiteur est augmentée, en maintenant la concentration en substrat fixe. Cela se produit parce que le substrat et l'inhibiteur se lient tous deux au même site catalytique de l'enzyme en raison d'une similitude de structure du substrat et de l'inhibiteur. Ainsi, le substrat et l'inhibiteur entrent en compétition pour occuper le ou les mêmes sites actifs d'une molécule d'enzyme.

En raison de la similitude structurelle, la molécule d'enzyme ne peut pas faire la distinction entre le bon substrat et le faux qui est l'inhibiteur. Un exemple souvent cité d'inhibition compétitive est l'inhibition de l'acide succinique déshydrogénase par l'acide malonique. Dans le cycle du TCA, l'acide succinique est déshydrogéné par la succinique déshydrogénase en acide fumarique, FAD agissant comme accepteur de H. En présence d'acide malonique, l'enzyme peut se combiner avec l'inhibiteur, mais ne parvient pas à le déshydrogéner.

Les structures des acides succinique et malonique sont montrées :

Un autre exemple bien connu d'inhibition compétitive ayant une importance clinique est celui du sulfanilamide et de l'acide p-aminobenzoïque. Le sulfanilamide forme le noyau de tous les sulfamides utilisés comme agents chimiothérapeutiques contre diverses infections causées par des bactéries. L'acide par-amino-benzoïque (p-ABA) est une vitamine essentielle requise par de nombreuses bactéries pour la synthèse de l'acide folique qui agit comme une coenzyme.

L'enzyme qui agit sur le p-ABA pour le convertir en l'intermédiaire suivant dans la biosynthèse de l'acide folique est inhibée de manière compétitive par le sulfanilamide, car le p-ABA a une similitude structurelle avec l'inhibiteur. Les bactéries sont privées d'acide folique et sont incapables de se développer.

Les structures des deux composés sont présentées ci-dessous :

Inhibition non compétitive:

Une inhibition non compétitive ne peut pas être inversée en augmentant la concentration du substrat, car l'inhibiteur ne se lie pas à la protéine enzymatique au même site actif que le substrat normal, mais à un site différent. Il n'y a donc pas de compétition entre le substrat et l'inhibiteur.

L'inhibition peut être due à un changement de la forme du site substrat dû à la liaison de l'inhibiteur à la même molécule d'enzyme bien qu'à un site différent. Ce type d'inhibition non compétitive est également connu sous le nom d'inhibition allostérique et a été traité séparément.

Le type le plus courant d'inhibition non compétitive est celui exercé par les ions de métaux lourds qui se lient de manière réversible au groupe sulfhydryle (-SH) des résidus cystéine des protéines enzymatiques. Pour de nombreuses enzymes, les groupes -SH libres sont essentiels à l'activité catalytique, car ils sont souvent impliqués dans le maintien de la configuration tridimensionnelle correcte de la protéine enzymatique requise pour sa fonction catalytique. Les ions de métaux lourds, comme Hg ++ et Ag ++ se lient de manière réversible aux groupes -SH des protéines enzymatiques, provoquant une inhibition non compétitive.

L'inhibition non compétitive peut également être due à certains agents qui se lient à des cofacteurs inorganiques requis par certaines apo-enzymes pour former des holoenzymes fonctionnelles. Ces co-facteurs inorganiques sont généralement des ions métalliques divalents, comme Mg ++ , Ca ++ , Fe ++ etc. + ou Mg ++ , l'acide éthylène diamino tétra acétique (EDTA) qui lie Mg ++ et d'autres ions métalliques divalents, etc.

Le fait qu'un inhibiteur agisse comme un inhibiteur compétitif ou non compétitif peut être reconnu à partir de sa cinétique. Les graphiques de Lineweaver-Burk utilisant des concentrations variables de l'inhibiteur et une concentration fixe du substrat révèlent la différence entre un inhibiteur compétitif et un inhibiteur non compétitif. En cas d'inhibition compétitive, les tracés de 1/v contre 1/[S] produisent des droites de pentes différentes, coupant l'axe 1/v en un point commun.

Les courbes indiquent que Vmax n'est pas altéré par la présence de l'inhibiteur, mais le Km est. En présence de l'inhibiteur Km a une valeur plus élevée (Fig. 8.39 A). En cas d'inhibition non compétitive, d'autre part, les droites montrent également des pentes différentes avec des concentrations variables de l'inhibiteur, mais elles n'interceptent pas l'axe 1/v au même point qu'observé en cas d'inhibition compétitive.

Les lignes se rencontrent plutôt en un point commun sur l'axe -1/[S]. Cela indique que l'augmentation de la concentration d'inhibiteur provoque une diminution de Vmax qui n'est pas restaurée en augmentant la concentration du substrat. Le Km, cependant, reste inchangé, car le substrat et l'inhibiteur ne se lient pas au même site de l'enzyme (Fig. 8.39B).


Régulation de l'activité enzymatique par activation ou inhibition | Biochimie

En rapport avec l'opéron tryptophane, qu'un excès de tryptophane peut provoquer une répression des gènes de cet opéron, conduisant à un arrêt de la synthèse des enzymes nécessaires à la formation du tryptophane.

A côté de cette possibilité de répression, il y a très souvent une rétro-inhibition, c'est-à-dire la possibilité pour un métabolite essentiel (acide aminé, nucléotide, etc.), qui est le produit final d'une série de réactions de biosynthèse, d'inhiber l'activité d'une enzyme catalysant l'une des premières réactions de cette série.

L'enzyme inhibée est généralement celle qui catalyse la première réaction conduisant spécifiquement au produit final, et non une enzyme qui catalyse une réaction commune à plusieurs voies métaboliques c'est l'enzyme située à une jonction stratégique dont l'activité est inhibée par le produit final.

Ce type de régulation est notamment caractérisé par le fait que l'effecteur (la substance qui active ou inhibe l'enzyme) et le substrat de cette enzyme ne sont généralement pas isostériques. par des analogues du substrat). C'est pourquoi on les appelle effecteurs allostériques, tandis que le terme enzymes allostériques désigne les enzymes dans lesquelles ce type de contrôle est observé.

1. Propriétés générales des enzymes allostériques:

A propos de l'aspartate transcarbamylase, quelques caractéristiques importantes de la régulation au niveau des enzymes allostériques, mais il est intéressant ici d'en rappeler les principales propriétés.

A. Cinétique des réactions catalysées par les enzymes allostériques:

En général, les enzymes allostériques ont des propriétés cinétiques particulières, et lorsqu'on étudie la variation de vitesse en fonction de la concentration en substrat, on obtient non pas une branche d'hyperbole équilatérale comme dans le cas de la plupart des enzymes, mais une courbe sigmoïde. Cette courbe en S reflète un effet coopératif c'est-à-dire le fait qu'au moins 2 molécules de substrat interagissent avec l'enzyme et que la liaison de la première molécule facilite celle de la seconde.

Très souvent, un tel effet coopératif se manifeste également dans la liaison des effecteurs allostériques (voir fig. 8-13), ce qui suggère que la liaison de la première molécule activatrice (ou inhibitrice) allostérique favorise la liaison de la seconde. Ces résultats suggèrent déjà qu'il existe plus d'un site catalytique et plus d'un site allostérique par molécule d'enzyme et impliquent la nature polymérique ou oligomérique des enzymes allostériques.

Nous n'avons pas indiqué où se lie l'effecteur allostérique, mais notre connaissance de la spécificité de l'interaction enzyme-substrat et nos observations sur l'absence de toute similitude structurelle entre substrat et effecteur suggèrent que les effecteurs allostériques ne se lient pas aux sites actifs, mais à différents sites appelés sites allostériques.

Compte tenu du caractère sigmoïde des courbes exprimant l'activité enzymatique en fonction soit du substrat, soit de l'inhibiteur allostérique (cf. fig. 8-13), on a donc un effet de seuil lorsque la concentration en inhibiteur augmente ou lorsque la concentration en substrat augmente.

En dessous du seuil, une augmentation de [S] (voir fig. 2-12) ou [I] n'entraîne pas de changement significatif de vitesse mais au-delà du seuil, la vitesse varie considérablement pour une augmentation relativement faible de [S] ou [I ]. Ceci permet à la cellule d'ajuster l'activité enzymatique selon des variations relativement faibles de [S] ou [I], mais se produisant dans une zone de concentration critique qui correspond aux concentrations intracellulaires des métabolites impliqués.

B. Action des effecteurs allostériques:

Il existe différents types d'inhibiteurs allostériques et en utilisant le diagramme de Lineweaver-Burk, on observe que certains inhibiteurs allostériques sont de type compétitif et d'autres de type non compétitif. Mais contrairement à ce que nous avons vu en étudiant l'inhibition compétitive des enzymes classiques, il n'y a pas de compétition - dans le cas des enzymes allostériques - entre S et I pour le site actif de l'enzyme (car ils n'ont pas d'analogie structurelle).

Les deux types d'inhibiteurs se fixent sur des sites allostériques, différents des sites actifs, comme le montrent des expériences de désensibilisation et de fractionnement de sous-unités. Dans le cas d'un inhibiteur al­lostérique non compétitif, la liaison de I au site allostérique d'une enzyme pour donner E-I peut ainsi provoquer un changement de conformation qui permet encore la liaison de S pour donner E-S-I, mais 1/Vmax est augmenté donc Vmax est plus bas.

Lors de la fixation d'un inhibiteur compétitif sur le site allostérique, il se produit un changement de conformation, une transition allostérique, qui entraîne des répercussions sur le site actif auquel S ne peut plus se lier. Il y a une diminution de -1/Km, c'est-à-dire une augmentation de Km, autrement dit une diminution de l'affinité de l'enzyme pour S. Il existe un type d'inhibition mixte, caractérisé par une augmentation de 1/Vmax c'est-à-dire une diminution de Vmax, ainsi qu'une augmentation de Km, c'est-à-dire une diminution de l'affinité de l'enzyme pour S.

Nous avons vu comment la transition allostérique provoquée par la fixation d'un activateur favorise la fixation du substrat. Ce changement de conformation de l'enzyme entraîne une diminution de Km, c'est-à-dire une augmentation de l'affinité pour S.

La courbe représentant la cinétique de la réaction peut passer de la forme sigmoïde à la forme hyperbolique (voir courbe 2 de la figure 2-12), mais il faut être très prudent car il a été montré dans certains cas que ce changement d'ordre de la la réaction n'était qu'apparente (elle était due à une imprécision dans la première partie de la courbe qui ne montrait pas le caractère sigmoïde).

C. Désensibilisation et dissociation des enzymes allostériques:

Les enzymes allostériques peuvent être rendues insensibles aux effecteurs allostériques, soit après une mutation, soit in vitro par un traitement physique ou chimique : variation de pH, température, force ionique action de l'urée, des agents mercuriels, des enzymes protéolytiques, etc.

Cette désensibilisation n'affecte généralement pas l'activité catalytique, ce qui confirme l'hypothèse de sites catalytiques et allostériques séparés. Elle se traduit souvent par une modification de la cinétique qui passe de la forme sigmoïde à la forme hyperbolique « michaélienne ». Le fait que l'enzyme conserve une activité catalytique mais ne soit plus sensible au site allostérique a d'abord été interprété comme le signe d'une altération du site allostérique (par l'agent désensibilisant) n'affectant pas le site catalytique.

En réalité, pour que les effets régulateurs se manifestent non seulement les sites allostériques doivent être intacts et les effecteurs capables de se lier à ces sites mais aussi, il faut conserver une conformation de l'enzyme qui permettra la transition allostérique et surtout la répercussion — à le site catalytique — d'un événement affectant le site allostérique.

En effet, il a été observé dans certains cas, qu'après désensibilisation l'effecteur peut encore se lier au site allostérique au contraire, du fait d'une modification de la structure spatiale de l'enzyme, il y a disparition des interactions coopératives entre les différents sites catalytiques d'une même molécule enzymatique, entre ses différents sites allostériques et entre ses sites catalytique et allostérique, empêchant ainsi la transition allostérique.

Cette transition allostérique consiste en une modification des liaisons reliant les promoteurs entre eux, ce qui permet le passage de l'enzyme d'un état relaxé à un état contraint, ou vice-versa (voir fig. 8-14).

L'existence de sites séparés pour le substrat et l'inhibiteur, confirmée exagérément dans de nombreux cas, est particulièrement évidente lorsqu'il est possible de dissocier une enzyme allostérique en sous-unités distinctes, certaines portant les sites catalytiques et d'autres portant les sites allostériques.

C'est le cas par exemple de l'aspartate transcarbamylase, qui est inhibée par le CTP et activée par l'ATP, peut être désensibilisée par la chaleur ou l'urée, mais peut aussi être dissociée par des agents mercuriels : l'enzyme native (masse moléculaire = 310 000) est constituée de 6 des chaînes polypeptidiques à activité catalytique (poids moléculaire = 33 000) et possédant chacune un site de fixation du substrat, et 6 chaînes régulatrices (poids moléculaire = 17 000) permettant la fixation de 6 CTP.

En isolant les sous-unités catalytiques, on observe que leur activité spécifique (quantité de substrat transformé par unité de temps, rapportée à la quantité de protéine) est supérieure à celle de l'enzyme native, ce qui n'est pas surprenant car l'élimination de la sous-unité régulatrice -unités — inactives dans le processus de catalyse — est en quelque sorte une purification de l'enzyme si l'on ne considère que le point de vue catalytique.

D. Modèle de Monod, Wyman et Changeux:

Pour expliquer les phénomènes observés lors de l'étude des enzymes allostériques, ces auteurs ont proposé un modèle dont les caractéristiques importantes sont les suivantes :

1. Les enzymes allostériques sont des oligomères, dont les protomères sont associés de telle sorte que la molécule comporte au moins un axe de symétrie (le protomère est défini comme la structure qui possède un site de liaison pour chaque ligand, c'est-à-dire pour chaque substance capable de se lier - c'est-à-dire substrat , activateur et inhibiteur — et ne doit pas être confondu avec la sous-unité qui résulte de la dissociation de l'enzyme et peut contenir — comme dans le cas de l'aspartate-transcarbamylase — un seul site, catalytique ou allostérique)

2. Chaque protomère ne possède qu'un seul site permettant la formation d'un complexe spécifique avec chaque catégorie de ligand

3. L'enzyme allostérique peut avoir des conformations différentes mais interconvertibles. On parle souvent d'état détendu et d'état contraint. Ces états sont en équilibre et diffèrent soit par la répartition et l'énergie des liaisons entre les protomères (qui déterminent les contraintes imposées aux protomères huileux), soit par l'affinité des différents sites pour les ligands correspondants.

La figure 8-14 montre un diagramme simple — avec seulement 2 protomères — pour illustrer le modèle. Dans un premier temps, il y a équilibre entre la forme relâchée et la forme contrainte si l'un des ligands (par exemple, le substrat) a une plus grande affinité pour l'une de ces 2 formes, une concentration relativement faible de ce ligand permettra la liaison d'un substrat molécule à un protomère de la forme envisagée, ce qui déplacera l'équilibre en faveur de cette forme et facilitera la fixation du substrat.

Mais une augmentation de la concentration d'un ligand antagoniste (ici l'inhibiteur) suffit pour que l'équilibre se déplace en sens inverse. Les phénomènes allostériques sont réversibles et dépendent des concentrations des différents ligands. Un tel modèle explique le fait qu'une courbe sigmoïde est obtenue lorsque la vitesse est exprimée en fonction de [S] ou [I].

Le schéma de la fig. 8-14 est valable pour une enzyme allostérique de type K. Dans ce cas, en l'absence de substrat, l'équilibre est en faveur de la forme ayant une faible affinité pour le substrat. Mais comme observé ci-dessus, lorsque [S] augmente, l'équilibre se déplace en faveur de la forme ayant une plus grande affinité pour S.

A l'inverse, l'équilibre est déplacé par l'inhibiteur en faveur de la forme ayant une faible affinité pour S et la transition allostérique consiste précisément en ce changement d'équilibre. Par conséquent, l'inhibiteur diminue l'affinité de l'enzyme pour S (Ks augmente), et inversement le substrat diminue l'affinité de l'enzyme pour l'inhibiteur (K, augmente), d'où le nom d'enzyme de type K.

D'autres modèles ont été proposés pour expliquer les propriétés cinétiques des protéines allostériques. D'après le modèle d'ajustement induit proposé par Koshland, Nemethy et Filmer, il n'y a qu'une seule configuration pour la protéine en l'absence de ligand il apparaît que la liaison du ligand induit une modification conformationnelle du protomère, qui transforme les interactions entre les sous-unités et modifie les propriétés catalytiques.

Il apparaît que la conformation d'une protéine enzymatique, que nous avons appelée structure tertiaire et quaternaire, n'est pas exclusivement déterminée par la structure primaire. En effet, on observe que de petites molécules (substrats, activateurs, inhibiteurs), en se fixant sur des sites spécifiques, sont capables de provoquer de légères modifications de la structure spatiale de la protéine.

2. Modes principaux du règlement :

1. La rétro-inhibition consiste en l'inhibition de la première enzyme d'une série de réactions par le métabolite qui est le produit terminal de cette série. La concentration intracellulaire de ce métabolite contrôle donc la vitesse de sa propre biosynthèse. Dans ce qui suit, nous considérons la rétro-inhibition dans des séries de réactions droites et ramifiées.

2. Activation d'une enzyme par un précurseur du substrat ou par le substrat lui-même.

3. Activation par un produit de dégradation du métabolite terminal provoquant une nouvelle augmentation de la concentration de ce métabolite (qui peut être une substance à haut potentiel énergétique par exemple).

4. Activation d'une enzyme d'une série métabolique conduisant à un métabolite A par un métabolite B, qui est synthétisé par une série indépendante, lorsque A et B sont tous deux nécessaires à la synthèse des mêmes macromolécules, ce qui permet une production coordonnée de précurseurs (dans le cas des nucléotides).

L'activité d'une enzyme allostérique peut être contrôlée par plusieurs de ces modes de régulation. Ainsi, l'aspartate transcarbamylase, la première enzyme de la voie menant à la synthèse des nucléotides pyrimidiques, est inhibée par un produit terminal (CTP), activé par le substrat et également activé par l'ATP, un ribonucléoside triphosphate requis conjointement avec UTP et CTP – pour la biosynthèse des ARN.

3. Inhibition de la rétroaction dans les chaînes de réaction droites et ramifiées:

A. Inhibition de la rétroaction dans les chaînes de réaction droites:

Dans les séquences métaboliques droites, c'est généralement la première enzyme (E1) qui est l'enzyme régulatrice, c'est-à-dire l'enzyme soumise à un contrôle de type allostérique. Par « première enzyme » il faut généralement entendre l'enzyme qui catalyse la première réaction spécifique des voies métaboliques considérées.

Par exemple, dans le cas de la biosynthèse des pyrimidines ribonucléotides, c'est l'aspartate transcarbamylase qui est soumise à un rétrocontrôle et non une enzyme permettant la synthèse du carbamyl-phosphate ou de l'aspartate ces deux composés peuvent également entrer dans d'autres voies métaboliques, tandis que leur association à donner de l'aspartate de carbamyle est vraiment la première réaction conduisant spécifiquement aux nucléotides pyrimidiques. La première enzyme de la chaîne est généralement la seule à être inhibée par le produit final son activité détermine donc le fonctionnement de toute la séquence des réactions.

L'inhibition de cette enzyme par le produit final de la chaîne de réactions présente un intérêt évident. Lorsque ce produit final est en excès, l'effet inhibiteur qu'il exerce sur la première enzyme diminue la vitesse de cette première réaction et par conséquent restreint sa propre biosynthèse. La série de réactions biosynthétiques nécessitant généralement de l'énergie, ce processus de régulation permet à la cellule d'économiser de l'énergie.

Cette économie est cependant moindre que celle réalisée par le processus de répression : lorsqu'une substance X est en excès, la répression permet à la cellule de se passer non seulement des réactions de biosynthèse de X, mais aussi de la transcription des gènes en ARNm et de la traduction du l'ARNm polycistronique dans les enzymes nécessaires à la biosynthèse de X, tandis qu'en rétro-inhibition, les enzymes nécessaires sont présentes mais ne fonctionnent pas.

Au contraire, la rétro-inhibition apparaît comme un processus plus rapide que le refoulement. Un excès d'une substance X peut inhiber immédiatement la première enzyme de la chaîne de réactions conduisant à X, alors que les effets de répression ne se manifestent qu'après la disparition — par catabolisme — des molécules d'enzymes et d'ARNm existant dans la cellule (et qui ne sont pas remplacés car l'expression des gènes correspondants est bloquée).

Le feed­back inhibition qui repose — comme mentionné plus haut — sur le phénomène de transition allostérique, c'est-à-dire sur le déplacement d'un état d'équilibre en faveur de l'une des deux conformations de l'enzyme, est un processus facilement réversible, très sensible aux petites variations de les concentrations de ligands au-delà d'un seuil particulier, et se caractérise donc par une grande flexibilité.

B. Inhibition de la rétroaction dans les chaînes de réaction ramifiées:

La rétro-inhibition pose des problèmes particuliers dans le cas de chaînes de réactions ramifiées où l'on pourrait a priori craindre que l'excès du produit final d'une des ramifications provoque — s'il inhibe la première enzyme de la chaîne — l'arrêt de la synthèse des substances produites par les autres ramifications, substances qui ne sont pas nécessairement en excès.

Pour étudier ces problèmes nous prendrons l'exemple de la biosynthèse des acides aminés dérivant de l'aspartate, cela nous permettra d'étudier leur régulation à l'aide d'un schéma simplifié.

a) Inhibition de la rétroaction limitée aux branchements :

Comme le montre la figure 8-15, l'acide aminé qui est le produit final d'une ramification peut inhiber la première étape de la séquence de réactions conduisant uniquement à sa biosynthèse. La biosynthèse des autres acides aminés n'est donc pas affectée. La lysine inhibe la dihydrodipicolinate synthétase, la thréonine inhibe l'homosérine kinase (HK), la méthionine inhibe la succinylation de l'homosérine et l'isoleucine inhibe la thréonine désaminase (TD).

b) Contrôle Iso-Enzymatique :

Trois aspartokinases (AK) ont été identifiées dans E.coli chacune d'elles est soumise à une régulation par un mécanisme de répression spécifique et deux sont soumises à une rétro-inhibition également spécifique.

Par ailleurs, il existe également 2 homosérine déshydrogénases (HSDH) dont la régulation est identique à celle des deux premières aspartokinases, comme le montre le tableau ci-dessous :

Il a été montré que les deux activités catalytiques AK I et HSDH I sont portées par une même chaîne polypeptidique, il en est de même des activités AK II et HSDH II. Il est évident que l'existence, par exemple dans le cas de l'aspartokinase, de 3 isoenzymes dont la synthèse et l'activité sont contrôlées par des produits terminaux différents, permet à la cellule — en cas de répression de la biosynthèse ou d'inhibition de l'activité d'une des aspartokinases en raison d'une concentration élevée d'un acide aminé — de continuer à synthétiser les autres acides aminés dérivant de l'aspartate grâce aux deux autres aspartokinases qui ne sont pas affectées. L'existence de 3 isoenzymes pour catalyser cette première réaction permet une régulation indépendante par les différents produits terminaux (fig. 8-16).

c) Inhibition de la rétroaction concertée ou multivalente :

Dans certains organismes du genre Rhodopseudomonas ou Bacillus, il n'y a qu'une seule aspartokinase qui n'est pas affectée par l'excès d'un seul des produits terminaux (Lys, Thr, Ile), mais qui est rétro-inhibée lorsqu'il y a excès à la fois de lysine et de thréonine . Cependant cette rétro-inhibition concertée n'est pas totale, ce qui permet la synthèse de méthionine.

D'autres possibilités de contrôle existent chez certains organismes dans cette chaîne ramifiée de biosynthèse d'acides aminés dérivant de l'aspartate. Nous ne pouvons pas tous les étudier mais les types de régulation que nous avons examinés montrent que des mécanismes variés ont été sélectionnés par les organismes vivants au cours de l'évolution pour résoudre les problèmes particuliers posés par la régulation dans les voies métaboliques présentant des embranchements.


Inhibition compétitive

  • Contribution de Henry Jakubowski
  • Professeur (Chimie) au Collège de St. Benedict/St. John's University

L'inhibition compétitive se produit lorsque le substrat ((S)) et l'inhibiteur ((I)) se lient tous deux au même site sur l'enzyme. En effet, ils se disputent le site actif et se lient de manière mutuellement exclusive. Ceci est illustré dans les équations chimiques et le dessin moléculaire ci-dessous.

Il existe un autre type d'inhibition qui donnerait les mêmes données cinétiques. Si (S) et (I) liés à des sites différents, et (S) lié à (E) et produisaient un changement de conformation dans (E) tel que (I) ne pourrait bind (et vice versa), alors la liaison de (S) et (I) serait mutuellement exclusive, c'est ce qu'on appelle inhibition compétitive allostérique.

Les études d'inhibition sont généralement effectuées à plusieurs concentrations fixes et non saturantes de (I) et à des concentrations variables de (S). Les paramètres cinétiques clés à comprendre sont Vm et (K_m). Supposons, pour faciliter la dérivation de l'équation, que I se lie de manière réversible, et avec un équilibre rapide, à E, avec une constante de dissociation Kis. Les "s"s dans l'indice "is" indiquent que la pente du graphique 1/v vs 1/S Lineweaver Burk change tandis que l'intersection y reste constante. Kis s'appelle aussi Kjec où l'indice "c" représente la constante d'inhibition compétitive.

Les paramètres cinétiques clés à comprendre sont (V_m) et (K_m). Supposons, pour faciliter la dérivation de l'équation, que (I) se lie de manière réversible et avec un équilibre rapide à (E), avec une constante de dissociation (K_). Un regard sur le mécanisme du haut montre que même en présence de (I), lorsque (S) augmente jusqu'à l'infini, tout (E) est converti en (ES). C'est-à-dire qu'il n'y a pas de (E) libre auquel (I) pourrait se lier. Maintenant, souviens-toi que

[V_m=k_E_o.] Dans ces conditions, [ES = E_o] et [v = V_m.] Donc (V_m) n'est pas modifié, mais le apparent (K_m) ( (K_)) volonté.

Nous pouvons utiliser le Principe de Le Ch & acirc telier pour comprendre cela. Si (I) se lie à (E) seul, et non à ES, cela déplacera l'équilibre de (E + S ightleftharpoons ES) vers la gauche, ce qui aurait pour effet d'augmenter le (K_) (c'est-à-dire qu'il semblerait que l'affinité de (E) et (S) ait diminué.). Le double tracé réciproque (Lineweaver Burk plot) offre un excellent moyen de visualiser l'inhibition. En présence de (I), (V_m) ne change pas, mais (K_m) semble augmenter. Par conséquent, (1/K_m), l'ordonnée à l'origine du tracé deviendra plus petite et plus proche de 0. Par conséquent, les tracés seront constitués d'une série de lignes, avec la même intersection y ((1_/V_m) ), et le x intègre ((-1/K_m)) de plus en plus proche du 0 à mesure que (I) augmente. Ces parcelles d'intersection sont la marque de l'inhibition compétitive.

Notez que dans les trois premiers modèles d'inhibition discutés dans cette section, le Tisse-ligne-Burk les tracés sont linéaires en présence et en absence d'inhibiteur. Cela suggère que les graphiques de (v) en fonction de (S) dans chaque cas seraient hyperboliques et conformes à la forme habituelle de l'équation de Michaelis Menton, chacun avec des (V_m) et (K_m apparents potentiellement différents ) valeurs.

Une équation, montrée dans le diagramme ci-dessus, peut être dérivée qui montre l'effet de l'inhibiteur compétitif sur la vitesse de la réaction. Le seul changement est que le terme (K_m) est multiplié par le facteur (1+I/K_). D'où (K_ = K_m(1+I/K_)). Cela montre que le (K_m) apparent augmente comme nous l'avions prédit. (K_) est la constante de dissociation de l'inhibiteur dans laquelle l'inhibiteur affecte la pente du double tracé réciproque.

Wolfram Mathematica CDF Player - Inhibition compétitive v vs S (plugin gratuit requis)

4/6/14Wolfram Mathematica CDF Player - Inhibition compétitive - Lineweaver Burk (plugin gratuit requis)

Si les données étaient tracées comme (v_o) vs. (log S), les tracés seraient sigmoïdes, comme nous l'avons vu pour les tracés de (ML) vs. (log,L) dans Chapitre 5B. Dans le cas d'un inhibiteur compétitif, le tracé de ( v_o) vs/ (log , S) en présence de différentes concentrations fixes d'inhibiteur consisterait en une série de courbes sigmoïdes, chacune avec le même ( V_m), mais avec des valeurs apparentes (K_m) différentes (où (K_ = K_m(1+I/K_)), progressivement décalée vers la droite. Les données cinétiques de l'enzyme sont rarement tracées de cette façon, mais les données de liaison simples pour l'équilibre (M + L ightleftharpoons ML), en présence de différentes concentrations d'inhibiteurs, le sont.

Reprenons notre discussion sur l'équilibre de liaison simple, (M + L ightleftharpoons ML). Lorsque nous avons voulu savoir combien est lié, ou la saturation fractionnaire, en fonction du log L, nous avons considéré trois exemples.

  1. (L = 0,01 K_d) (i.e. (L ll K_d)), ce qui implique que (K_d = 100L). Alors [Y = dfrac<[K_d+L]>= dfrac<[100L + L]>&asymp1/100.] Cela implique que quel que soit le [L] réel, si (L = 0,01 K_d), alors Y &asymp0,01.
  2. (L = 100 K_d) (i.e. (L gg K_d)), ce qui implique que (K_d = L/100). Alors [Y = dfrac<[K_d+L]>= dfrac<[(L/100) + L]>= dfrac<100L><101L>&asymp 1.] Ceci implique que quel que soit le ([L] réel), si (L = 100 K_d), puis (O &asymp1).
  3. (L = K_d), puis (Y = 0.5.)

Ces scénarios montrent que si L varie sur 4 ordres de grandeur ((0,01 K_d < K_d < 100K_d)), ou, en termes de log, de

[-2 + log , K_d < log, K_d< 2 + log , K_d) ,]

quelle que soit l'amplitude du (K_d), ce Y varie d'environ 0 à 1.

En d'autres termes, Y varie de 0 à 1 lorsque L varie de log (K_d) de +2. Par conséquent, les graphiques de (Y) vs. (log L) pour une série de réactions de liaison de plus en plus élevé (K_d) (inférieure affinité) révéleraient une série de courbes sigmoïdes identiques décalées progressivement vers la droite , comme indiqué ci-dessous.

The same would be true of (v_o) vs. (S) in the presence of different concentration of a competitive inhibitor, for initial flux, (J_o) vs. ligand outside, in the presence of a competitive inhibitor, or (ML) vs. (L) (or (Y) vs. (L)) in the presence of a competitive inhibitor.

Wolfram Mathematica CDF Player - Competitive Inhibition v vs logS (free plugin required)

In many ways plots of v0 vs lnS are easier to visually interpret than plots of v0 vs S . As noted for simple binding plots, textbook illustrations of hyperbolas are often misdrawn, showing curves that level off too quickly as a function of [S] as compared to plots of v0 vs lnS, in which it is easy to see if saturation has been achieved. In addition, as the curves above show, multiple complete plots of v0 vs lnS at varying fixed inhibitor concentration or for variant enzyme forms (different isoforms, site-specific mutants) over a broad range of lnS can be made which facilitates comparisons of the experimental kinetics under these different conditions. This is especially true if Km values differ widely.

Now that you are more familiar with binding, flux, and enzyme kinetics curves, in the presence and absence of inhibitors, you should be able to apply the above analysis to inhibition curves where the binding, initial flux, or the initial velocity is plotted at varying competitive inhibitor concentration at different fixed concentration nonsaturating concentrations of ligand or substrate. Consider the activity of an enzyme. Lets say that at some reasonable concentration of substrate (not infinite), the enzyme is approximately 100% active. If a competitive inhibitor is added, the activity of the enzyme would drop until at saturating (infinite) (I), no activity would remain. Graphs showing this are shown below.

Figure: Inhibition of Enzyme Activity - % Activity vs log [Inhibitor]

A special case of competitive inhibition: the specificity constant: In the previous chapter, the specificity constant was defined as kcat /KM which we also described as the second order rate constant associated with the bimolecular reaction of (E) and (S) when (S ll K_M). It also describes how good an enzyme is in differentiating between different substrates. If has enzyme encounters two substrates, one can be considered to be a competitive inhibitor of the other. The following derivation shows that the ratio of initial velocities for two competing substrates at the same concentration is equal to the ratio of their (k_/K_M) values.


Advances in Radiation Biology

B Specific Binding of RNA Polymerase to Various DNA Templates Is Not Affected Even at Very High UV Doses

Competitive inhibition of synthesis to RNA from nonirradiated DNA by the presence of UV-irradiated DNA was utilized as a measure of the binding of RNA polymerase to UV-irradiated T4 DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). These studies employed the following concept: The rate of RNA synthesis with a mixture of DNA templates, one-half of which is nonirradiated and the other half irradiated, should be one-half the sum of the individual rates of RNA synthesis with either template, (RO + RUV)/2, provided that UV irradiation has not altered the binding of RNA polymerase to DNA and that the reaction is saturated with each template. Reduced polymerase binding to UV-irradiated DNA would be indicated by resultant rates higher than (RO + RUV)/2. (Here, RO stands for the rate of RNA synthesis with the nonirradiated DNA template and RUV for the rate observed with the irradiated template.) As Fig. 2 shows, binding of E. coli RNA polymerase to DNA of bacteriophage T4 is not measurably affected by UV doses up to approximately 1000 ergs/mm 2 . This dose is equivalent to about 150 lethal hits to T4vx ( Harm, 1963 ), or about 220 thymine dimers in the early region of the T4 genome ( Sauerbier, 1964 Sauerbier et al., 1970 ), or about three to four phage-lethal hits per T4 scripton comprised of an average of three to four genes ( Stahl et al., 1970 Sauerbier et al., 1970 Hercules and Sauerbier, 1973 O⟺rrell and Gold, 1973 ). Clearly, loss of binding of RNA polymerase to UV-irradiated DNA contributes little, if at all, to the loss of viability of T4.

2 . In vitro rates of RNA synthesis with nonirradiated T4 DNA, UV-irradiated T4 DNA and mixtures of nonirradiated and UV-irradiated T4 DNA. Curve A: (•) kinetics of [ 3 H] ATP incorporation with 34 μg/ml unirradiated T4 DNA (○) with 34 μg/ml DNA present at the onset of incubation and additional 34 μg/ml added 8 min later. Curve B: (▪) same as curve A (•) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (□) same as curve A (○) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA. Curve E: one-half the sum of the rates of synthesis with unirradiated (A) and with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (B). Curve C: (Δ) RNA synthesis with 34 μg/ml unirradiated DNA present at the onset of incubation and 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 unirradiated DNA added 8 min later. Curve D: (▴) same as curve C, except that 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 irradiated DNA were added first and the unirradiated 34 Mg/ml were added 8 min later. The specific activity of [ 3 H] ATP was 1 Ci/mole, and the concentration of RNA polymerase 10.15 μg/ml. Ordinate gives the nmoles ATP incorporated in 0.2-ml aliquots. Abscissa gives the time of incubation at 37°C.

From Sauerbier et al. (1970) with permission of Elsevier Publishing Company. Copyright © 1970

Inspection of Fig. 2 shows a resultant rate of RNA synthesis that is actually less than one-half the sum of the rates with either template. This has been interpreted as a slowdown in release of RNA polymerase from the UV-irradiated template DNA and not as an increased binding to UV-irradiated DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). Since this interpretation agrees with other observations on the transcription of UV-irradiated DNA [no loss of RNA polymerase binding ( Ishihama and Kameyama, 1967 Chamberlin and Ring, 1970 ), no effect on the rate of RNA chain initiation during the first 10 min of polymerization ( Sauerbier et al., 1970 ), and effective recycling of RNA polymerase ( Michalke and Bremer, 1969 Sauerbier et al., 1970 )], it seems to be correct.

No loss of binding of E. coli RNA polymerase to E. coli DNA has been reported by Ishihama and Kameyama (1967) and no loss of T7 RNA polymerase binding to T7 DNA up to 80,000 ergs/mm 2 was reported by Chamberlin and Ring (1973) . These latter authors argued that the number of polymerase binding sites does not increase as a consequence of UV irradiation to T7 DNA. In contrast to the observations made with UV-irradiated bacterial and bacteriophage DNA, formation of new, unproductive binding sites for E. coli RNA polymerase by UV irradiation of calf thymus DNA has been repeatedly reported ( Hagen et al., 1964 Zimmermann et al., 1965 ). Since the initiation of transcription on calf thymus DNA occurs nonspecifically ( Burgess et al., 1969 ) at single-strand breaks ( Hagen et al., 1970 ), the UV effects on binding of polymerase and on RNA chain initiation with this particular template should not be generalized.

Systematic investigations of RNA polymerase binding to UV-irradiated DNA templates, involving several types of RNA polymerase and several types of DNA templates and covering a wide dose range, are still lacking, although the DNA binding assay to nitrocellulose filters via RNA polymerase ( Jones and Berg, 1966 Hagen et al., 1970 ) should make direct binding observations experimentally quite feasible (at least for RNA polymerases which bind strongly to the DNA template).


Advances in Radiation Biology

B Specific Binding of RNA Polymerase to Various DNA Templates Is Not Affected Even at Very High UV Doses

Competitive inhibition of synthesis to RNA from nonirradiated DNA by the presence of UV-irradiated DNA was utilized as a measure of the binding of RNA polymerase to UV-irradiated T4 DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). These studies employed the following concept: The rate of RNA synthesis with a mixture of DNA templates, one-half of which is nonirradiated and the other half irradiated, should be one-half the sum of the individual rates of RNA synthesis with either template, (RO + RUV)/2, provided that UV irradiation has not altered the binding of RNA polymerase to DNA and that the reaction is saturated with each template. Reduced polymerase binding to UV-irradiated DNA would be indicated by resultant rates higher than (RO + RUV)/2. (Here, RO stands for the rate of RNA synthesis with the nonirradiated DNA template and RUV for the rate observed with the irradiated template.) As Fig. 2 shows, binding of E. coli RNA polymerase to DNA of bacteriophage T4 is not measurably affected by UV doses up to approximately 1000 ergs/mm 2 . This dose is equivalent to about 150 lethal hits to T4vx ( Harm, 1963 ), or about 220 thymine dimers in the early region of the T4 genome ( Sauerbier, 1964 Sauerbier et al., 1970 ), or about three to four phage-lethal hits per T4 scripton comprised of an average of three to four genes ( Stahl et al., 1970 Sauerbier et al., 1970 Hercules and Sauerbier, 1973 O⟺rrell and Gold, 1973 ). Clearly, loss of binding of RNA polymerase to UV-irradiated DNA contributes little, if at all, to the loss of viability of T4.

2 . In vitro rates of RNA synthesis with nonirradiated T4 DNA, UV-irradiated T4 DNA and mixtures of nonirradiated and UV-irradiated T4 DNA. Curve A: (•) kinetics of [ 3 H] ATP incorporation with 34 μg/ml unirradiated T4 DNA (○) with 34 μg/ml DNA present at the onset of incubation and additional 34 μg/ml added 8 min later. Curve B: (▪) same as curve A (•) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (□) same as curve A (○) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA. Curve E: one-half the sum of the rates of synthesis with unirradiated (A) and with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (B). Curve C: (Δ) RNA synthesis with 34 μg/ml unirradiated DNA present at the onset of incubation and 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 unirradiated DNA added 8 min later. Curve D: (▴) same as curve C, except that 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 irradiated DNA were added first and the unirradiated 34 Mg/ml were added 8 min later. The specific activity of [ 3 H] ATP was 1 Ci/mole, and the concentration of RNA polymerase 10.15 μg/ml. Ordinate gives the nmoles ATP incorporated in 0.2-ml aliquots. Abscissa gives the time of incubation at 37°C.

From Sauerbier et al. (1970) with permission of Elsevier Publishing Company. Copyright © 1970

Inspection of Fig. 2 shows a resultant rate of RNA synthesis that is actually less than one-half the sum of the rates with either template. This has been interpreted as a slowdown in release of RNA polymerase from the UV-irradiated template DNA and not as an increased binding to UV-irradiated DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). Since this interpretation agrees with other observations on the transcription of UV-irradiated DNA [no loss of RNA polymerase binding ( Ishihama and Kameyama, 1967 Chamberlin and Ring, 1970 ), no effect on the rate of RNA chain initiation during the first 10 min of polymerization ( Sauerbier et al., 1970 ), and effective recycling of RNA polymerase ( Michalke and Bremer, 1969 Sauerbier et al., 1970 )], it seems to be correct.

No loss of binding of E. coli RNA polymerase to E. coli DNA has been reported by Ishihama and Kameyama (1967) and no loss of T7 RNA polymerase binding to T7 DNA up to 80,000 ergs/mm 2 was reported by Chamberlin and Ring (1973) . These latter authors argued that the number of polymerase binding sites does not increase as a consequence of UV irradiation to T7 DNA. In contrast to the observations made with UV-irradiated bacterial and bacteriophage DNA, formation of new, unproductive binding sites for E. coli RNA polymerase by UV irradiation of calf thymus DNA has been repeatedly reported ( Hagen et al., 1964 Zimmermann et al., 1965 ). Since the initiation of transcription on calf thymus DNA occurs nonspecifically ( Burgess et al., 1969 ) at single-strand breaks ( Hagen et al., 1970 ), the UV effects on binding of polymerase and on RNA chain initiation with this particular template should not be generalized.

Systematic investigations of RNA polymerase binding to UV-irradiated DNA templates, involving several types of RNA polymerase and several types of DNA templates and covering a wide dose range, are still lacking, although the DNA binding assay to nitrocellulose filters via RNA polymerase ( Jones and Berg, 1966 Hagen et al., 1970 ) should make direct binding observations experimentally quite feasible (at least for RNA polymerases which bind strongly to the DNA template).


Inhibitors (Competitive and Non-Competitive)

Enzyme is the digestive system to break down the big molecules to small so it can be used by the cell. Enzyme inhibitors are so important especially in medicine to prevent the molecules to be processed and create bad clinical manifestation for example like allergy

Réponse:

competitive inhibitors compete with the actual ligand for the binding site in protein whereas non-competitive inhibitors do not.

Explication:

inhibitors
is a substance that reduces or decreases the activity of an enzyme. It inhibits the proper functioning of enzyme.

Competitive inhibitors
competitive inhibitors are those which mimics the shape of the actual substrate and binds to the active site.

Figure below explains the functioning, substrate comes and binds to enzyme undergoes product formation and releases the site, making it available for new substrate to come and bind.

when a competitive inhibitor is present which mimics the substrate and binds with the enzyme but is not converted to any product and competes for the enzyme active site with actual substrate.


in simple terms enzymes activity decrease in presence of Competitive inhibitor

in the figure below the enzyme kinetics is low at low concentration of substrate but as the substrate amount increases its activity also reaches back to its normal

Non-competitive inhibitors
Non-competitive inhibitors do not compete for the active site with substrate but does not allow substrate to bind at the active site.

These are actually of two types
1. Allosteric as shown in first figure BELOW, they bind at different position but actually causes change in the active site so new substrate moity cannot bind.
2. in the second figure BELOW the substrate is sterically hindered, blocking the active site so as substrate can not interact with the enzyme.


Figure 1

Figure 2 (sorry couldn't find any better resolution)

in simple terms Non-Competitive Inhibitors do not allow the substrate to bind at the active site.

in the figure below the enzyme activity is low at low concentration of substrate but as the substrate amount increases its activity cannot reach the normal level unlike the competitive inhibitor.


Pharmacodynamique

Elaine M Aldred BSc (Hons), DC, Lic Ac, Dip Herb Med, Dip CHM , . Kenneth Vall , in Pharmacology , 2009

Enzyme Inhibition

Most enzyme receptor sites are not completely specific (there is some structural leeway given the number of combinations possible and the mobility of the protein) and a relatively similarly shaped molecule might be able to achieve a ‘close fit’. This creates competition for molecules of a similar shape and the original molecule might find itself unable to find a binding site because it is already occupied. Many drugs are designed to take advantage of this phenomenon.

The various ways in which enzyme function can be affected are not dissimilar to the ways receptor function can be affected. These principles are worth bearing in mind when looking at chemicals that act directly on receptor sites.

• Competitive Inhibition

Competitive inhibition [ Figure 19.2(i) ] is reversible: another molecule competes with the normal substrate and takes its place in the site.

However, when the normal substrate concentration exceeds that of the competing molecule, the situation is more favourable and the normal substrate replaces the competing molecule.

While the competing molecule is in place it blocks the normal action of the enzyme.

Competitive inhibition can be reversed by increasing the substrate concentration.

• Non-competitive Inhibition

Non- competitive inhibition [ Figure 19.2(ii) ] is reversible.

The inhibitor, which is not a substrate, attaches itself to another part of the enzyme, thereby changing the overall shape of the site for the normal substrate so that it does not fit as well as before, which slows or prevents the reaction taking place.

This type of inhibition decreases the turnover rate of an enzyme rather than interfering with the amount of substrate binding to the enzyme. The reaction is slowed rather than stopped. Non-competitive inhibition, therefore, cannot be increased by increasing the substrate.

• Irreversible Inhibition

The inhibitor becomes covalently linked or bound to the enzyme so tightly that is very difficult to detach it from the enzyme [ Figure 19.2(iii) see Chapter 3 ‘Bonds found in biological chemistry’, p. 13 ].


Voir la vidéo: Inhibición competitiva y no competitiva (Août 2022).